Définitions

Cas de choléra confirmé 

• Un cas de choléra confirmé est toute personne infectée par Vibrio cholerae O1 ou O139, confirmé par culture (y compris par séro-agglutination) ou par PCR.
• Il convient également de démontrer que la souche bactérienne est toxigènique (par PCR) si aucune épidémie de choléra n'a été confirmé dans d'autres unités de surveillance et si aucun lien épidémiologique n'a été établi avec un cas de choléra confirmé ou une source d'exposition dans un autre pays. 

Épidémie de choléra confirmée 

Une épidémie de choléra confirmée est détectée lorsqu'une unité de surveillance compte au moins un cas confirmé de choléra acquis localement. 

Confirmation en laboratoire

• Déclarer l’épidémie si la présence de V. cholerae O1 ou O139 est confirmée par culture ou PCR avec des preuves d'une infection acquise localement (exclure les cas importés).  
• La souche bactérienne doit également être démontrée comme toxigénique (par PCR) s'il n'y a pas d’épidémie de choléra confirmée dans d'autres unités de surveillance, ni de lien épidémiologique établi avec un cas de choléra confirmé ou une source d'exposition dans un autre pays. 
• Réaliser un antibiogramme sur le cas index confirmé (c'est-à-dire le premier cas confirmé) au minimum pour orienter le traitement antimicrobien. 
• Il est également recommandé de procéder au séquençage du génome entier des cas confirmés de choléra dont l'origine est incertaine (c'est-à-dire les cas importés). Toutefois, cela n'est pas nécessaire pour une intervention de santé publique.  

Collecte, conditionnement, stockage et transport d'échantillons pour confirmation par culture et PCR

• Pour que les résultats des tests soient précis et fiables, il faut que les échantillons aient été prélevés, emballés, transportés et stockés de manière adéquate.
• Les tests pour le choléra sont effectués sur les selles des patients. 
• Prélever des échantillons fécaux (selles ou écouvillons rectaux) sur les cas suspects dans les 4 premiers jours de la maladie (lorsque les agents pathogènes sont généralement présents en plus grand nombre) et, si possible, avant le début de toute thérapie antimicrobienne.  
• Toutefois, si un traitement antimicrobien a été instauré avant le prélèvement de l'échantillon, les informations relatives à l'antibiotique prescrit, à la posologie et à la durée du traitement doivent être clairement consignées dans le formulaire de demande d'analyse de laboratoire. L'antibiothérapie peut avoir un impact négatif sur les résultats de laboratoire. 
• Ne pas retarder la réhydratation des patients pour prélever un échantillon. Les échantillons peuvent être prélevés après le début des protocoles de réhydratation. 

Prélèvement d'échantillons 

• Patients valides : Fournissez au patient un récipient tel qu'un seau/panier de lit sans traces de détergent ou de désinfectant, un nouveau sac en plastique (comme un sac à fermeture éclair) ou, idéalement, un gobelet en papier biodégradable avec une ouverture suffisamment large. Expliquez au patient qu'il doit 1) d'uriner avant d'utiliser le récipient et 2) d'évacuer les selles dans le récipient. Les selles molles recueillies peuvent ensuite être transférées dans un gobelet à selles ou sur un écouvillon. 
• Les patients qui ne peuvent pas se déplacer : Utilisez un bassin ou un seau propre et inutilisé. Un bassin ou un seau doit être lavé, blanchi, soigneusement rincé et bien séché avant d'être réutilisé. Le bassin ou le seau ne doit pas contenir de résidus de chlore ou d'autres désinfectants. Placez-le sous le trou d'un lit de choléra ou sous le patient. Recueillir les selles fraîchement émises. Les selles molles recueillies peuvent ensuite être transférées dans un gobelet à selles ou sur un écouvillon. 
• Prélèvement rectal : dans de rares cas, il peut être nécessaire de procéder à un prélèvement rectal. Demandez au patient de s'allonger sur le côté et de plier et soulever le genou le plus haut. Humidifiez l'écouvillon dans un milieu de transport stérile ou avec du sérum physiologique. Insérez l'écouvillon à travers le sphincter rectal sur 3-4 cm. Tournez-le pendant 5 à 10 secondes et retirez-le avec précaution. Vérifiez que des matières fécales sont visibles sur l'écouvillon. 

Conditionnement des échantillons pour le transport 

• Il existe cinq méthodes couramment recommandées pour conditionner les échantillons de choléra en vue de leur transport vers le laboratoire. 
• Le choix de la méthode dépendra des ressources disponibles (coupelles de selles, écouvillons Cary Blair, etc.), du moment où l'échantillon doit être testé (dans les 2 heures, >2 heures, plus longtemps) et du type de tests à effectuer par le laboratoire (TDR, culture, PCR, etc.). Le choix de la méthode doit être effectué en collaboration avec le laboratoire. 
• Tous les échantillons doivent être conservés et transportés à température ambiante (22 °C - 25 °C) et à l'abri de la lumière directe du soleil. 
• Échantillon frais dans un gobelet à selles 
  • Si un échantillon peut parvenir au laboratoire en moins de 2 heures, il est possible de l'envoyer directement dans le gobelet à selles. 
• Écouvillon Cary-Blair 
  • Si le transport vers le laboratoire peut durer jusqu'à 7 jours, il est important de conserver l'échantillon dans le milieu Cary-Blair. Le milieu de transport Cary-Blair se conserve jusqu'à un an à partir de la date de fabrication et ne nécessite pas de réfrigération (ni avant utilisation, ni une fois inoculé). Le milieu peut être utilisé tant qu'il n'apparaît pas desséché, contaminé ou décoloré. 
  • Plonger un écouvillon stérile en coton ou en polyester dans un échantillon de selles fraîches et placer immédiatement l'écouvillon dans un tube de milieu de transport  Cary-Blair, en le poussant jusqu'au fond du tube.  Si un écouvillonnage rectal a été effectué, placer l'écouvillonnage rectal directement dans un tube de milieu de transport Cary-Blair, en le poussant jusqu'au fond du tube. 
  • Casser et jeter la partie supérieure du bâton qui dépasse du tube. 
• Échantillon dans l'eau peptonée alcaline (APW) 
  • L'eau peptonée alcaline (APW) n'est pas un milieu de transport mais un milieu qui favorise la croissance des bactéries Vibrio cholerae. Cette méthode ne doit être utilisée que si l'échantillon peut parvenir au laboratoire en moins de 24 heures. 
  • Les tubes contenant de l'APW stérile doivent être préparés à l'avance par le laboratoire. Transférer les selles fraîches du récipient initial dans le tube d'APW de manière à ce que les matières fécales ne dépassent pas 10 % du volume total de l'APW. 
• Échantillon sur papier filtre humide 
  • Si le milieu de transport Cary-Blair n'est pas disponible et que l'échantillon ne parvient pas au laboratoire dans les deux heures, une culture peut être réalisée à partir d'échantillons de selles liquides sur du papier filtre et conservés dans un environnement humide (c'est-à-dire du papier filtre mouillé). Les échantillons ainsi préparés peuvent être testés dans les 15 jours. 
  • À l'aide de pinces, plongez un petit disque de papier filtre dans un échantillon de selles fraîches qui n'a pas été en contact avec du chlore ou un autre agent désinfectant. Placez l'échantillon dans un microtube à bouchon à vis et ajoutez deux ou trois gouttes de solution saline normale pour empêcher l'échantillon de se dessécher. Bien refermer le tube et le conserver à température ambiante.   
• Échantillon sur papier filtre sec 
  • Le papier filtre sec peut être utilisé pour le transport d'échantillons fécaux en vue d'une détection spécifique de l'ADN par PCR uniquement. Ces échantillons peuvent être conservés pendant une longue période 
  • Déposez une goutte de selles liquides sur du papier filtre sec et laissez-le sécher à l'air libre. Une fois sec, utiliser une pince à épiler pour placer le papier filtre dans un microtube à bouchon à vis ou le placer dans un sachet individuel et le conserver à température ambiante. Ne pas ajouter de solution saline. 
• Tous les échantillons doivent être envoyés au laboratoire, adressés à la personne de référence pour le choléra, accompagnés d'un formulaire de demande/référence de laboratoire contenant, au minimum, les informations suivantes : centre de santé, unité ou centre de traitement du choléra (UTC/CTC) ou hôpital, nom ou initiales du patient, âge, lieu de résidence, date et heure du prélèvement, symptômes (ou plan de traitement), résultats du TDR (le cas échéant) et type de test demandé (culture et/ou PCR pour le choléra). 
• Pour tous les échantillons : 
  • Conserver les échantillons à température ambiante en permanence. Ne pas réfrigérer les spécimens, car la réfrigération peut réduire considérablement la population de V. cholerae.  
  •  Ne pas laisser sécher les échantillons (sauf s'ils sont envoyés sur du papier filtre sec pour la PCR). Ajouter des gouttes supplémentaires de solution saline normale si nécessaire.
  • Transporter dans un récipient étanche et bien identifié, à température ambiante.  
  • Veiller à ce que chaque échantillon et chaque récipient soient correctement identifiés et accompagnés d'un formulaire de demande/référence de laboratoire. 
  • Avant l'envoi, assurez-vous que le laboratoire d'accueil possède les connaissances et les capacités nécessaires pour traiter le type d'échantillon (par exemple, papier filtre humide pour la culture, papier filtre sec pour la PCR). 

Transport des échantillons 

• Un triple emballage est nécessaire pour transporter les échantillons prélevés sur des cas suspects de choléra. 
• Veiller au respect des réglementations nationales et/ou internationales et assurer les services de transport de manière adéquate. 
• Veiller à ce qu'il existe des procédures normalisées facilement accessibles pour le transport des échantillons de choléra et que ces procédures tiennent compte des conditions locales (type de transport, durée du transport). 
• Les échantillons et les formulaires de demande/référence d'échantillons doivent être transportés ensemble. 
• Pour obtenir des échantillons de selles de meilleure qualité pour le dépistage du choléra, les selles doivent être conservées à une température comprise entre 22°C et 25°C. Il n'est pas nécessaire d'utiliser des blocs de glace, à moins que la température ne soit supérieure à 35°C. Si des blocs de glace sont nécessaires, ils doivent être placés entre les conteneurs secondaires et tertiaires et ne doivent pas être en contact direct avec les échantillons de selles. 

Communication des résultats de laboratoire

• Les laboratoires doivent tenir à jour une base de données contenant tous les échantillons reçus et testés ainsi que les résultats de tous les tests effectués. 
• Veiller à ce qu'il existe des procédures et des formulaires de rapport de laboratoire normalisés au niveau national, assortis de mesures de contrôle de la qualité intégrées, afin de garantir des niveaux minimaux de rapport et l'exactitude des rapports. 
• Les laboratoires doivent envoyer les résultats immédiatement après la fin des tests à l'adresse suivante : 
  • l'établissement de santé où le patient a été admis, avec des informations d'identification lorsqu'elles sont disponibles, afin que les résultats puissent être ajoutés au registre et aux dossiers de la clinique ; et 
  • les autorités sanitaires pour mettre à jour les informations épidémiologiques. 
• Signaler immédiatement les résultats des tests de sensibilité aux antimicrobiens aux services de soins cliniques du ministère de la santé et à l'établissement de santé afin de garantir un traitement antimicrobien approprié.  

Ressources complémentaires

1. Surveillance du choléra par la santé publique - Document d'orientation 2024. Groupe de travail mondial sur la lutte contre le choléra. Avril 2024. https://www.gtfcc.org/wp-content/uploads/2024/08/public-health-surveillance-for-cholera-guidance-document-2024-fr 
2. Groupe de travail mondial sur la lutte contre le choléra. Job Aid : Test de diagnostic rapide (TDR) pour la détection du choléra. Révisé en 2024. https://www.gtfcc.org/wp-content/uploads/2022/01/gtfcc-job-aid-rapid-diagnostic-test-for-cholera-detection-en-1.pdf 
3. Groupe de travail mondial sur la lutte contre le choléra. Informations sur le prélèvement, la préparation et l'emballage des échantillons pour le transport. https://www.gtfcc.org/resources/specimen-collection-preparation-and-packaging-for-transport/ 
4. Groupe de travail mondial sur la lutte contre le choléra. Exemples de formulaires de demande/référence de laboratoire et de communication des résultats. https://www.gtfcc.org/resources/gtfcc-laboratory-referral-and-results-reporting-forms/ 
5. Groupe de travail mondial sur la lutte contre le choléra. Guidance on culture methods for testing for Vibrio cholerae. https://www.gtfcc.org/resources/isolation-and-presumptive-identification-of-vibrio-cholerae-o1-o139-from-fecal-specimens-2/
6. Groupe de travail mondial sur la lutte contre le choléra. Guide pour les tests de sensibilité aux antimicrobiens. https://www.gtfcc.org/resources/antimicrobial-susceptibility-testing-for-treatment-and-control-of-cholera-2/ 
7. Organisation mondiale de la santé - Bureau régional pour l'Afrique. Directives techniques pour la surveillance intégrée des maladies et la riposte dans la Région africaine de l'OMS - Brochure quatre. 3rd ed. 2019. https://iris.who.int/bitstream/handle/10665/312364/WHO-AF-WHE-CPI-02.2019-eng.pdf