Caso confirmado de cólera
- Um caso confirmado de cólera é qualquer pessoa infetada com Vibrio cholerae O1 ou O139, confirmado por cultura (incluindo soroaglutinação) ou PCR.
- A estirpe bacteriana também deve ser demonstrada como toxigénica (por PCR), se não houver um surto de cólera confirmado noutras unidades de vigilância e não se estabelecer uma ligação epidemiológica com um caso de cólera confirmado ou fonte de exposição noutro país.
Surto confirmado de cólera
- Um surto de cólera confirmado é detetado quando uma unidade de vigilância tem, pelo menos, um caso de cólera confirmado e adquirido localmente.
- Declarar o surto, se o V. cholerae O1 ou O139 for confirmado por cultura ou PCR, com evidência de infecção adquirida localmente (excluir casos importados).
- A estirpe bacteriana também deve ser demonstrada como toxigénica (por PCR), se não houver nenhum surto de cólera confirmado noutras unidades de vigilância e não for estabelecida qualquer ligação epidemiológica com um caso confirmado de cólera ou fonte de exposição noutro país.
- Realizar testes de sensibilidade antimicrobiana no caso índice confirmado (i.e., primeiro caso confirmado), no mínimo, para orientar o tratamento antimicrobiano.
- Recomenda-se também a realização da sequenciação do genoma completo em casos confirmados de cólera de origem incerta (i.e., casos importados). No entanto, tal não é necessário para a intervenção da saúde pública.
- Os resultados de testes precisos e fiáveis dependem de amostras que foram adequadamente recolhidas, embaladas, transportadas e armazenadas.
- O teste de cólera é realizado nas fezes dos doentes.
- Recolher amostras fecais (cotonetes ou amostras retais) de casos suspeitos nos primeiros 4 dias de doença (quando os agentes patogénicos estão geralmente presentes em maior número) e, se possível, antes de ser iniciada qualquer terapêutica antimicrobiana.
- No entanto, se a terapêutica antimicrobiana tiver sido iniciada antes da colheita da amostra, as informações sobre o antibiótico prescrito, a posologia e a duração do tratamento devem ser claramente documentadas no formulário de pedido de exames laboratoriais. A terapêutica com antibióticos pode ter um impacto negativo nos resultados laboratoriais.
- Não atrasar a reidratação dos doentes para recolher uma amostra. As amostras podem ser colhidas após o início dos protocolos de reidratação.
Colheita de amostras
- Doentes capazes: fornecer ao doente um recipiente, como um balde/comadre, sem vestígios de detergente ou desinfetante, ou um saco de plástico novo (como um saco com fecho hermético) ou, de preferência, um copo largo de papel biodegradável com uma abertura suficientemente larga. Instrua o doente a: 1) urinar antes de utilizar o recipiente e 2) evacuar para o recipiente. As fezes moles recolhidas podem então ser transferidas para um recipiente de recolha de fezes ou para um cotonete.
- Doentes que não se conseguem movimentar: utilizar uma bacia ou balde limpo e sem uso. A bacia ou balde deve ser lavado, branqueado, bem enxaguado e bem seco, antes de ser reutilizado. A bacia ou balde não deve ter qualquer resíduo de cloro ou qualquer outro desinfetante. Coloque-o debaixo do orifício de uma cama de cólera ou debaixo do paciente. Recolha as fezes recém eliminadas. As fezes moles recolhidas podem então ser transferidas para um recipiente de recolha de fezes ou para um cotonete.
- Cotonete retal: Em casos raros, pode ser necessário realizar um cotonete retal. Pedir ao doente para se deitar de lado e dobrar e levantar o joelho que está mais para cima. Humedecer o cotonete em meio de transporte estéril ou com soro fisiológico. Inserir o cotonete através do esfíncter retal de 3 a 4 cm. Rodar durante 5 a 10 segundos e retirar com cuidado. Examinar, para garantir que há material fecal visível no cotonete.
Acondicionamento de amostras para transporte
- Existem 5 métodos habitualmente recomendados para acondicionar amostras de cólera para transporte para o laboratório.
- A seleção do método dependerá dos recursos disponíveis (copos de fezes, zaragatoas de Cary Blair, etc.), quando a amostra irá ser testada (dentro de 2 horas, >2 horas ou mais) e que tipo de testes serão realizados pelo laboratório (RDT, cultura, PCR etc.). A seleção do método deve ser feita em conjunto com o laboratório.
- Todas as amostras devem ser mantidas e transportadas à temperatura ambiente (22°C – 25 °C) e longe da luz solar direta.
- Amostra fresca num copo de fezes
- Se uma amostra puder chegar ao laboratório em menos de 2 horas, então é possível enviá-la diretamente para o copo de fezes.
- Zaragatoa Cary-Blair
- Se o transporte para o laboratório demorar até 7 dias, é importante conservar a amostra em meio Cary-Blair. O meio de transporte Cary-Blair tem um prazo de validade até 1 ano, a partir da data de fabrico, e não necessita de refrigeração (nem antes da utilização, nem após a inoculação). O meio pode ser utilizado desde que não pareça seco, contaminado ou descolorado.
- Mergulhar um cotonete esterilizado com ponta de algodão ou poliéster numa amostra de fezes frescas e colocá-lo imediatamente num tubo de meio de transporte Cary-Blair, empurrando-o para o fundo do tubo. Se tiver sido realizado um zaragatoa retal, coloque-a diretamente num tubo de meio de transporte Cary-Blair, empurrando-a para o fundo do tubo.
- Quebrar e eliminar a parte superior do bastão que se estende para além do tubo.
- Amostra em Água Peptonada Alcalina (APW)
- A Água Peptonada Alcalina (APW) não é um meio de transporte, mas sim um meio que favorece o crescimento da bactéria Vibrio cholerae. Este método só deve ser utilizado, se a amostra puder chegar ao laboratório em menos de 24 horas.
- Os tubos contendo APW estéril devem ser preparados pelo laboratório com antecedência. Transferir as fezes frescas do recipiente inicial para o tubo de APW, de modo a que a matéria fecal não exceda 10% do volume total do APW.
- Amostra em papel de filtro húmido
- Se o meio de transporte Cary-Blair não estiver disponível e a amostra não chegar ao laboratório no prazo de 2 horas, a cultura pode ser realizada a partir de amostras de fezes líquidas em papel de filtro e mantidas num ambiente húmido (por exemplo, papel de filtro húmido). As amostras preparadas desta forma podem ser testadas em até 15 dias.
- Utilizando uma pinça, mergulhar um pequeno disco de papel de filtro numa amostra de fezes frescas que não tenham entrado em contacto com cloro ou outro agente desinfetante. Colocar a amostra num microtubo com tampa de rosca e adicionar duas ou três gotas de soro fisiológico normal para evitar que a amostra seque. Fechar bem o tubo e guardar à temperatura ambiente.
- Amostra em papel de filtro seco
- O papel de filtro seco pode ser utilizado para o transporte de amostras fecais para detecção específica de ADN apenas por PCR. Estas amostras podem ser armazenadas por um longo período.
- Colocar uma gota de fezes líquidas sobre papel de filtro seco e deixar secar ao ar. Depois de seco, utilizar uma pinça para colocar o papel de filtro num microtubo com tampa de rosca ou colocar num saco individual e guardar à temperatura ambiente. Não adicionar solução salina.
- Todas as amostras devem ser enviadas para o laboratório, dirigidas ao ponto focal da cólera, e ser acompanhadas de um formulário de pedido/envio para o laboratório, contendo, no mínimo, a seguinte informação: centro de saúde, unidade ou centro de tratamento da cólera (CTU/CTC) ou hospital, nome ou iniciais do doente, idade, local de residência, data e hora da colheita, sintomas (ou plano de tratamento), resultados do TDR (se realizado) e tipo de teste solicitado (cultura e/ou PCR para cólera).
- Para todas as amostras:
- Manter as amostras sempre à temperatura ambiente. Não refrigerar as amostras, pois a refrigeração pode diminuir muito a população de V. cholerae.
- Não deixar secar as amostras (a não ser que sejam enviadas em papel de filtro seco para PCR). Adicionar mais gotas de soro fisiológico normal, se necessário.
- Transporte em recipiente bem sinalizado e à prova de fugas, à temperatura ambiente.
- Verificar se cada amostra e recipiente estão devidamente identificados e acompanhados de um formulário de pedido/envio para o laboratório.
- Antes do envio, certificar-se de que o laboratório aceitante tem conhecimento e capacidade para tratar o tipo de amostra (por exemplo, papel de filtro húmido para cultura, papel de filtro seco para PCR).
Transporte de amostras
- É necessária uma embalagem tripla para transportar amostras colhidas de casos suspeitos de cólera.
- Garantir o cumprimento dos regulamentos nacionais e/ou internacionais e dar formação adequada aos serviços de transporte.
- Assegurar que existem procedimentos normalizados prontamente disponíveis para o transporte de amostras de cólera e que estes têm em conta as condições locais (tipo de transporte, duração do transporte).
- As amostras e os formulários de pedido/envio de amostras devem ser transportados em conjunto.
- Para obter a melhor qualidade das amostras de fezes para testes da cólera, as fezes devem ser mantidas a uma temperatura entre 22°C e 25°C. Não são necessários sacos de gelo, a menos que se preveja que a temperatura ultrapasse os 35°C. Se forem necessários sacos de gelo, estes devem ser colocados entre os recipientes secundário e terciário e não em contacto direto com as amostras.
Notificação dos resultados laboratoriais
- Os laboratórios devem manter uma base de dados atualizada com todas as amostras recebidas e testadas e os resultados de todos os testes realizados.
- Assegurar que existem procedimentos nacionais normalizados de notificação laboratorial e formulários de notificação com medidas de controlo de qualidade incorporadas, para garantir níveis mínimos de notificação e a precisão dessa notificação.
- Os laboratórios devem enviar os resultados imediatamente após a conclusão dos testes para:
- a unidade de saúde onde o doente foi internado, com informação de identificação, quando disponível, para que os resultados possam ser adicionados ao seu registo e aos registos clínicos; e
- às autoridades de saúde para atualização da informação epidemiológica.
- Notificar imediatamente os resultados dos testes de sensibilidade antimicrobiana aos Serviços de Assistência Clínica do Ministério da Saúde e à unidade de saúde, para garantir o tratamento antimicrobiano adequado.
Recursos adicionais
- Public Health Surveillance for Cholera – Guidance Document 2024. Global Task Force on Cholera Control. April 2024. https://www.gtfcc.org/wp-content/uploads/2024/04/public-health-surveillance-for-cholera-guidance-document-2024.pdf
- Global Taskforce on Cholera Control. Job Aid: Rapid Diagnostic Test (RDT) for cholera detection. Revised 2024. https://www.gtfcc.org/wp-content/uploads/2022/01/gtfcc-job-aid-rapid-diagnostic-test-for-cholera-detection-en-1.pdf
- Global Taskforce on Cholera Control. Information on specimen collection, preparation and packaging for transport. https://www.gtfcc.org/resources/specimen-collection-preparation-and-packaging-for-transport/
- Global Taskforce on Cholera Control. Example laboratory request/referral and results reporting forms. https://www.gtfcc.org/resources/gtfcc-laboratory-referral-and-results-reporting-forms/
- Global Taskforce on Cholera Control. Example laboratory request/referral and results reporting forms. https://www.gtfcc.org/resources/gtfcc-laboratory-referral-and-results-reporting-forms/
- Global Taskforce on Cholera Control. Guidance on culture methods for testing for Vibrio cholerae. https://www.gtfcc.org/resources/isolation-and-presumptive-identification-of-vibrio-cholerae-o1-o139-from-fecal-specimens-2/
- World Health Organization – Regional Office for Africa. Technical guidelines for integrated disease surveillance and response in the WHO African Region – Booklet four. 3rd ed. 2019.https://iris.who.int/bitstream/handle/10665/312364/WHO-AF-WHE-CPI-02.2019-eng.pdf
